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4.1 PREPARACIÓN Y LLENADO DE ESTANQUES
En general, en la preparación de precriaderos y estanques de engorde se sigue el siguiente esquema:
- Se seca el fondo al sol, una vez seco se ara con el fin de airear y distribuir homogéneamente la materia orgánica presente.
- En casos que el suelo sea ácido efectuar los agregados correspondientes de cal (CaO) disuelta en agua, en cantidades que pueden variar entre 100 y 2.000 kg por Ha, de acuerdo con el grado de acidez.
- En caso de tener que adicionar selladores o bentoniba, deben agregarse en ese momento en las cantidades indicadas en el capítulo correspondiente.
- Los estanques deben ser fertilizados entre 7 y 10 días antes de la colocación de los animales. Para realizar esta operación se esparcen los fertilizantes orgánicos y/o inorgánicos en canfidades adecuadas (Apéndice II) y a continuación se inicia el llenado de los estanques hasta que la columna de agua alcance 20 cm. En algunos casos se recomienda llevar el nivel de agua a 10/15 cm y al cabo de 5 días elevar la columna de a gua a 30 cm (Dirección Nacional de Acuicultura, Panamá, 1984). Una vez colocados los camarones se aconseja repetir esta operación utilizando la mitad de las cantidades de fertilizante cada 2–3 semanas.
- El día anterior a colocar las postlarvas en los precriaderos, o los camarones juveniles en los estanques de engorde se debe elevar la columna de agua al nivel deseado (0.6 – 1.5 m).
- El agua que se coloca en los estanques debe filtrarse, colocando en la compuerta de entrada marcos con redes filtrantes de un tamaño de red de 0.54 mm de malla aproximadamente. Se aconseja utilizar además una malla más grande que actúe como prefiltro con el mismo fin; en ciertos casos, es conveniente la construcción de un cerco de malla antes de la compuerta de entrada.
- 4.2 OBTENCION DE LA SEMILLA
Como se ha expresado anteriormente las postlarvas y/o juveniles se pueden obtener ya sea, a partir de ambientes naturales o por desoves y desarrollo de los huevos en ecloserías. Hasta estadios postlarvales este método será tratado en un capítulo aparte por lo cual solo se hará referencia aquí a los métodos de captura de postlarvas y juveniles en la naturaleza.4.2.1 Obtención de semillas en ambientes naturales
En latinoamérica se capturan semillas de P.stylirostris y P.vannamei en esteros, bajfos, riachos y canales de aguas tranquilas, a salinidades relativamente bajas, donde llegan las postlarvas y juveniles para alimentarse.
Los elementos más utilizados para capturar las semillas son: Atarraya, resallo, trasmallo, malla o bajío, chayo o copo, etc (Figura 11) siendo más efectivo el último arte nombrado.
Cobo Cedeño (1977) ha determinado que 10 hombres en un día capturan entre 10.000 y 40.000 ejemplares, éstos son colocados en recipientes de plástico de aproximadamente 20 l con aireación y cambio de agua.
Actualmente en la época de aparición de la semilla se establecen campamentos de personas dedicadas a la captura de camarones, los cuales son vendidos a mayoristas quienes los transportan en recipientes de 200 l o más, los mantienen en tanques por 24 hs para realizar una selección, para conducirlos inmediatamente a las distintas camaroneras que los compran.
En los países latinoamericanos la semilla se transporta en tanques de fibrocemento, fibra de vidrio o plástico de 200 o 300 l, con agua hasta sus 3/4 partes, oxigenados (Figura 12) en algunos casos una malla fina cubre las paredes internas y fondo de los estanques apra facilitar la colocación de la semilla en los precriaderos (Yoong Basurto y Reinoso Naranjo, 1982). Hay ocasiones que aparecen con las larvas otros animales como larvas de peces o cangrejos por lo que es indicado agregar Rotenone en concentraciones 5/7 ppm para su eliminación.
Durante el transpporte, la densidad de la semilla debe estar entre 250 y 122 por litro dependiendo de la temperatura, al aumentar la temperatura la densidad debe ser menor. Durante el transporte se evitarán las altas temperaturas; los camarones de aguas tropicales toleran temperaturas entre 18 y 25°C y de aguas templadas temperaturas inferiores a los 20°C. La concentración de oxígeno disuelto no deberá bajar de 5ppm por lo que se recomienda aireación continua durante el transporte.
Durante todo el viaje los recipientes estarán cubiertos por una red de malla fina y aireados en forma permanente; para ello se pueden utilizar aireadores a batería, o bien tubos de oxígeno o aire comprimido de aproximadamente 10 kg. de carga con válvula reguladora conectados a un tubo de PVC que finaliza hundido en el agua del recipiente en una piedra difusora o tubo rígido perforado para una mejor distribución del aire (Figura 13).
Otro método alternativo sería construir una pileta de lona o plástico en la caja de una pick up o camioneta lo que nos daría un volumen aproximado de 2 m3, en este caso la pileta deberá estar dividida en cuatro partes por una red de malla debiéndose tener las mismas precauciones de aireación.
Figura 11. Trasmallo para captura de postlarvas y juveniles.
En caso de querer enviar postlarvas en avión se aconseja bajar lentamente la temperatura del agua a 17/18°C para especies tropicales y colocarlas en bolsas de nylon llenas con agua de mar aireada, con una densidad de 1500 larvas/litro (dependendo del estadio de desarrollo) y luego las bolsas se colocan en recipientes térmicos para evitar la elevación de la temperatura.
En todos los casos una vez que las postlarvas y/o juveniles arriban a destino, antes de colocarlos en los precriaderos, deben ser adaptados a las condiciones de salinidad y temperatura de los mismos. A tal fin se debe agregar paulatinamente a los tanques de transporte, agua de los estanques; se debe tener especial cuidado en no variar en mas 2/3°C la temperatura y 2/3 ‰ la salinidad por hora ya que cambios bruscos en estas variables afectarán la supervivencia de los camarones.
Una vez realizada esta operación los animales están listos para ser colocados en los precriaderos. En Ecuador y Perú el biólogo que recibe los camarones, debe poner especial cuidado que las postlarvas que reciba sean en su mayoría P. vannamei ya que la otra especie P. stylirostris presenta problemas para su engorde y P. occidentalis tiene un pobre crecimiento en los estanques.
4.4 ESTABULAMIENTO DE LOS ESTANQUES
a) Precriaderos: La densidad a la cual se colocan los animales varía de acuerdo con el cuidado que se tenga de los estanques y de la capacidad técnica de la granja, del suministro o no de alimenta ción, cambios de agua, etc.
Por ejemplo en cultivos extensivos de P. monodon se colocan 20/30 semillas/m2 (Primavera y Apud, 1980); en Ecuador en granjas de P. stylirostris y P. vannamei se estabulan entre 100 y 200 animales/m2 (Yoong Basurto y Reinoso Naranjo, 1982). La experiencia perso. nal indica para las dos especies mencionadas una densidad de 120 camarc nes/m2, aunque en algunas granjas ésta suele ser de 20–25/m2. En algunos criaderos de perú la densidad inicial de postlarvas de P. vannamei se encuentra en los 100/m2.
Los animales permanecen en los precriaderos entre 30 y 60 días, hasta alcanzar pesos que varían entre 0.5 y 4g.
b) Criaderos o estanques de engorde: En estos estanques los animales son llevados hasta talla comercial, para la mayoría de las especies ésta se encuentra entre 18 y 25 g, para P. monodon la talla de cosecha puede llegar hasta los 40 g.
Los criaderos generalmente tienen una superficie entre 5 y 20 hectáreas, pero los de menor tamaño (5 – 9 ha) son más prácticos, ya que en ellos, se puede ejercer un mayor control sobre los camarones en cría, lo que permite sembrar una mayor densidad de animales.
En términos generales en un estanque al que sólo se fertiliza y se cambia el agua se pueden colocar hasta 2 camarones por m2; si se agrega algún tipo de alimento, con un mayor recambio de agua la densidad de podrá encontrar entre 3 y 10 animales por metro cuadrado, pudiéndose llegar hasta 40 camarones/m2 utilizando aireación suplementaria (Liao y Chao, 1983). En el caso de Pleoticus muelleri se han obtenido muy buenos resultados trabajando en estanques con aireación, fertilización y alimento balanceado con densidades de 20 animales/m2. Pero cuando la densidad aumenta a 30 camarones/m2 se obtiene una supervivencia de solo 50%. En la Tabla 2 se pueden observar a las densidades que se estabulan distintas especies de peneidos en estanques o tanques de engorde y las dimensiones de los mismos.
4.5 MANTENIMIENTO DE LOS ESTANQUES
Una vez colocados los camarones en los estanques y con el fin de mantener el medio en condiciones óptimas se debe realizar recambio de agua. Estos cambios pueden variar entre 2, 5 y 25,0% así como la frecuencia, que puede ser diaria o cada 3 o 4 días, esto será una función de la capacidad del sistema de mantener la calidad del agua. En los precriaderos es conveniente no cambiar el agua durante los primeros 15 días, razón por la cual se aconseja el uso de airadores.
La frecuencia del cambio de agua dependerá de los siguientes parámetros:
- Temperatura del agua
- Salinidad
- Cantidad de oxígeno disuelto
- pH
- Turbidez
- Coloración
4.5.1 Temperatura
Se debe medir diariamente, para los camarones de aguas tropicales como P.stylirostris, P.vannamei; la temperatura del agua deberá entre 20 y 32°C, siendo el óptimo entre 22 y 30°C (Yoong Basurto y Reinoso Naranjo, 1982), aunque para P. stylirostris los mejores crecimientos se han obtenido a temperaturas entre 27 y 30°C (Fenucci et al., 1982), pudiéndose extender esta temperatura a todas las especies tropicales. En cuanto al langostino argentino (Pleticus muelleri) la experiencia indica que la temperatura puede fluctuar entre 6 y 27°C aunque la temperatura óptima entre 9 y 23°C.
| Especie | País | Densidad Camarones/m2 | Superficie Estanques (Ha) | Tratamiento | Fuente |
| P.stylirostris | Ecuador | 2–3 | 10–15 | F | Yoong Basurto y |
| P.vannamei | 3 ó más | 10–15 | F,A | Reinoso Naranjo, 1982 | |
| P.stylirostris y | Ecuador | 10–20 | 8–10 | F,A | Autor |
| P.vannamei | |||||
| P.vannamei | Panamá | 4 | 5 | F,A | Dirección Nacional |
| P.stylirostris | Panamá | 2 | 5 | F,A | Acuicultura, Panamá, |
| ambas spp | Panamá | 0,5–1 | 5 | F | 1984 |
| P.stylirostris y | Ecuador | 2–2,5 | No consigna | F | |
| P.vannamei | 3–5 | No consigna | F,A | Cun, 1982 | |
| P.vannamei | Paru | 5 | 20 | F | Autor |
| P.monodon | Filipinas | 0,5–2 | No consigna | F | Primavera y Apud, 1980 |
| P.monodon | Filipinas | 16 | 0,25 | A | Liu y Mancebo, 1983 |
| P.monodon | India | 2 | 1,14 | F | Sundarhrajan et al., 1979 |
| P.japonicus | Japón | 16–20 | 4–10 | A | Kurata y Shigeno, 1979 |
| P.brasiliensis | Venezuela | 10 | 0,028 | A | Gomez y Scelzo, 1982 |
4.5.2 Salinidad
Este parámetro deberá ser tomada diariamente y podrá oscilar entre los 15 y 40% encontrándose para la mayoría de las especies entre 15 y 30%. En el caso de Peneidos, que habitan las costas argentinas, la salinidad no debe bajar de 26%.
4.5.3 Cantidad de oxígeno disuelto
Es uno de los parámetros más importantes, se cuantifica dos veces al día, en la mañana y al atardecer. En los estanques este elemento proviene del agua de recambio, la fotosíntesis y en menor grado del que se disuelve en la superficie del estanque proveniente de la atmósfera.
Las menores concentraciones de oxígeno se observan durante la madrugada y las mayores a última hora del día. Se consideran raugos normales de concentración entre 4 y 9 ppm, Se debe evitar no solo una baja concentración, sino valores superiores a 10 ppm, ya que esto indicaría una excesiva concentración de fitoplancton que puede producir una depleción notable de oxígeno durante la noche.
Se debe puntualizar que en los estanques el oxígeno tiende a estratificarse, es decir, hay generalmente una mayor concentración en las capas superiores del agua, que en el fondo; dado que los camarones viven allí, es necesario realizar una homogenización de la columna de agua para tener una correcta aireación.
Entre los elementos que pueden utilizarse se encuentran los agitadores a paleta “Paddle wheel” que pueden ser movidos por motores a nafta o con energía eólica; en zonas donde hay corriente eléctrica se pueden utilizar flotadores.
4.5.4 pH
Indica la concentración de iones hidrégeno H+, es decir, si el agua es ácida o básica. El rango óptimo de pH se encuentra entre 7 y 9; pero valores de pH 5 han demostrado no ser nocivos para los camarones. No obstante ésto, una elevación o disminución pronunciada de los valores de pH puede producir efectos letales para el equilibrio ecológico del estanque. La medición de esta parámetro deberá ser diaria.
4.5.5 Turbidez
Da idea del material en suspensión que se encuentra en el agua del estanque, este material interfiere en el paso de la luz. En los estanques se debe evitar que haya partículas de detrito o arcilla en suspensión. La turbidez se mide con el disco de Secchi y es la medida de la profundidad a la cual este disco desaparece al sumergirlo en el agua.
Si la visibilidad es menor de 30 cm, hay problemas potenciales, si es mayor la luz puede penetrar mejor y habrá una mayor productividad y crecimiento de los organismos de los cuales podrán alimentarse los camarones. Esta medición: se puede efectuar cada 3 días.
4.5.6 Coloración del agua
Depende de varios factores, concentración y tipo de algas, materia en suspensión, etc. Los colores que puede presentar el agua son:
- Verde pálido: indica adecuada concentración de algas
- Gris: denota pocas algas en el estanque, se recomienda mayor fertilización, complementada con recambio de agua
- Verde musgo: algas que comienzan a morir, se requiere un urgente recambio de agua.
- Verde brillante: indica grandes concentraciones de algas, debe efectuarse recambio de agua para disminuir el riesgo que baje la concentración del oxígeno disuelto durante la noche.
- Marrón: indica gran cantidad de algas muertas, se debe efectuar recambio de agua y fertilización, problablemente haya una falta de nutrientes y exceso de metabolitos.
